Бактериальный меланин как ускоритель восстановления моторики после повреждения кортико-руброспинальной системы двигательного контроля

Одностороннее разрушение руброспинального тракта у крыс после предварительной выработки инструментального условного рефлекса (ИУР) вызывает гемипарез конечностей противоположной стороны. На следующий день после операции половине оперированных животных вводили внутримышечно раствор бактериального меланина (БМ). Сравнение сроков восстановления ИУР и балансирующего движения парализованной задней конечности у крыс контрольной группы и животных, получавших меланин, показало, что срок посттравматического восстановления намного короче у животных последней группы. Такое ускорение восстановительного процесса является результатом протекторного влияния БМ и облегчения процесса переключения нисходящего регулирующего воздействия от руброспинальной к кортикоспинальной системе. Морфогистохимическое исследование показало, что БМ способствует спраутингу нервных волокон и регенерации в нервной ткани.

инструментальный условный рефлекс, руброспинальный тракт, бактериальный меланин, посттравматическое восстановление, морфогистохимическое исследование, instrumental conditioned reflex, rubrospinal tract, bacterial melanin, posttraumatic recovery, morphohistochemical study

1. Геворкян О.В., Меликсетян И.Б., Петросян Т.Р., Аветисян С.В., Овсепян А.С., Агаджанян А.Е., Манвелян Л.Р. Восстановление инструментальных условных рефлексов у крыс после разрушения латерального ядра мозжечка и при воздействии бактериального меланина // материалы Международной конференции «Структурно-функциональные, нейрoхимические и иммунохимические закономерности асимметрии и пластичности мозга». -М. 2007. С. 178-181.

2. Коржевский Д.Э. Применение обезвоживающих фиксаторов, содержащих соли цинка, в нейрогистологических исследованиях // Морфология. СПб.: Эскулап. 2006. Том 129. N 1. С. 85-86.

3. Манвелян Л.Р., Геворкян О.В., Петросян Т.Р. Восстановление инструментальных условных рефлексов у крыс после пирамидотомии и воздействия бактериального меланина // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 2008. 44. (3). С. 268-273.

4. Меликсетян И.Б. Выявление активности Са2-зависимой кислой фосфатазы в клеточных структурах мозга крыс // Морфология. 2007. 131 (2): С. 77-80.

5. Фанарджян В.В., Папоян Е.В., Геворкян О.В., Погосян В.И. К механизму переключения нисходящих супраспинальных влияний // Доклады НАН Армении. 1999. 99 (1): С. 90-96.

6. Фанарджян В.В., Папоян Е.В., Погосян В.И., Геворкян О.В. Роль ВЛ ядра таламуса в переключении нисходящих влияний на двигательную активность крыс // Российский физиологический журнал. 2000. 86 (7): С. 753-761.

7. Aghajanyan A.E., Hambardzumyan A.A., Hovsepyan A.S. AsaturyanR.A., Vardanyan A.A. and Saghyan A.S. Isolation, purification and physicochemical characterization of water-soluble Bacillus thuringiensismelanin Pigm // Cell. Research. 2005. V. 18. P. 130-135.

8. Ding Yuemin, Abba J. Kastin, Weihong Pan. Neural plasticity after spinalcord injury // Current Pharmaceutical Design. 2004. V. 10. P. 11381-11396.

9. Donoghue J.P. Limits of reorganization in cortical circuits // Cereb. Cortex. 1997. V. 7. P. 97-99.

10. Donoghue J.P. Plasticity of adult sensorimotor representations // Curr Opin Neurobiol. 1995. V. 5. P. 749-754.

11. Donoghue J.P., Suner S., Sanes J.N. Dynamic organization of primary motor cortex output to target muscles in adult rats. II. Rapid reorganization following motor nerve lesions // Exp. Brain Res. 1990. V. 79. P. 492-503.

12. Fanardjian V.V., Papoyan E.V., Hovhannisyan E.A., Melik-Mussian A.B., Pogossian V.I., Gevorkyan O.V. The role of some structures in the switching of the descending influences in operantly conditioned rats // Neuroscience. 2000. 98(2): 385-395.

13. Fanardjian V.V., Papoyan E.V., Pogossian V.I., and Gevorkyan O.V. Comparison of the effects of electrolytic and chemical destruction of the red nucleus on the compensatory capacity of rats with rubrospinal tract lesions // Neural Plasticity. 1999. 6(4). Р. 123-131.

14. H.J. ten Donkelaar. Evolution of the red nucleus and rubrospinal tract // Behavioural Brain Research. 1988. V. Issues 1-2, April-May. P. 9-20.

15. Ji-Eun Kim, Betty P. Liu, James H. Park, and Stephan M. Strittmatter. Biomedicine № 3, 2013 Т.Р. Петросян, О.В. Геворгян Nogo-66 receptor prevents raphespinal 17. Maier C.I. and Schwab M.E. Sprouting, and rubrospinal axon regeneration and regeneration and circuit formation in the limits functional recovery from spinal injured spinal cord: factors and activity cord injury // Neuron. 2004. 44: 439-// Phil. Trans. R. Soc. B., 2006. V. 361. 451. P. 1611-1634.

16. Kennedy P.R. Corticospinal, rubrospinal 18. Schwab M.E., Bartholdi D. and rubroolivary projections: a unifying Degeneration and regeneration of axons hypothesis // Trends Neurosci. 1990. in the lesioned spinal cord // Physiol. 13: 474-479. Rev. 1996. V. 76. P. 319-370.